Dokument: Reduktion der TGF-β-induzierten Differenzierung von Fibroblasten zu Myofibroblasten durch therapeutische Verwendung von Kohlenstoffdioxid
Titel: | Reduktion der TGF-β-induzierten Differenzierung von Fibroblasten zu Myofibroblasten durch therapeutische Verwendung von Kohlenstoffdioxid | |||||||
Weiterer Titel: | Reduction of TGF-β-induced differentiation of fibroblasts into myofibroblasts through therapeutic use of carbon dioxide | |||||||
URL für Lesezeichen: | https://docserv.uni-duesseldorf.de/servlets/DocumentServlet?id=68996 | |||||||
URN (NBN): | urn:nbn:de:hbz:061-20250317-104415-8 | |||||||
Kollektion: | Dissertationen | |||||||
Sprache: | Deutsch | |||||||
Dokumententyp: | Wissenschaftliche Abschlussarbeiten » Dissertation | |||||||
Medientyp: | Text | |||||||
Autor: | Christophers, Till [Autor] | |||||||
Dateien: |
| |||||||
Beitragende: | Prof. Dr. rer. nat. Suschek, Christoph V. [Gutachter] Prof. Dr. med. Heiss, Christian [Gutachter] | |||||||
Stichwörter: | Myofibrogenese; Myofibroblast, Fibroblast, Differenzierung; TGF-β; α-SMA; CO2; Kohlenstoffdioxid | |||||||
Dewey Dezimal-Klassifikation: | 600 Technik, Medizin, angewandte Wissenschaften » 610 Medizin und Gesundheit | |||||||
Beschreibungen: | Wundheilungsstörungen sind häufige Komplikationen im klinischen Alltag. Seit langer Zeit ist bereits bekannt, dass die Anwendung von Kohlenstoffdioxid (CO2) einen positiven Effekt auf die Wundheilung haben kann. So werden z.B. CO2-Bäder zur Behandlung von chronischen Wunden angewendet. Hypertrophe Narben und Keloide sind Wundheilungsstörungen, die eine erhebliche Herausforderung in der Therapie und der Rezidivprophylaxe darstellen. Pathophysiologisch haben diese Erkrankungen einen Überschuss an Myofibroblasten im erkrankten Gewebe gemein. Auch Fibromatosen und andere fibrosierende Erkrankungen zeigen dieses Charakteristikum auf.
Es konnte bereits gezeigt werden, dass die Behandlung von Fibroblasten in vitro mit CO2 einen signifikanten Effekt auf die Myofibrogenese hat. In dieser Arbeit soll dieser Effekt mit verschiedenen Konzentrationen und Behandlungszeiten näher untersucht werden. Zudem soll die Frage geklärt werden, auf welcher Ebene das CO2 in die hochkomplexen Abläufe der Fibroblastendifferenzierung eingreift. Es wurden humane Fibroblasten aus Hautresektaten elektiver Reduktionsmamma- oder Abdominalplastiken gesunder Männer und Frauen im Alter von 17 bis 70 Jahren verwendet. Diese wurden in Kultur gebracht, mit transforming growth factor beta 1 (TGF-β1) zur Differenzierung angeregt und mit einem mit CO2 versetztem Nährmedium behandelt. Es wurden unterschiedliche Behandlungszeiten und CO2-Konzentrationen gewählt und die beobachteten Effekte mit mitgeführten unbehandelten Kontrollen verglichen. Als wichtigster Differenzierungsmarker wurde das Protein alpha-smooth muscle actin (α-SMA) mittels Western Blot quantifiziert. Dieser und andere Differenzierungsmarker wurden ebenfalls auf der Genebene mittels quantitativer Echtzeit-Polymerase-Kettenreaktion (qRT-PCR) nachgewiesen. Zudem wurde die Auswirkung auf die Anzahl, Viabilität und die Glykolyseaktivität der Zellen untersucht. Es konnte eine zeit- und konzentrationsabhängige signifikante Hemmung der TGF-β1-induzierten Differenzierung der Fibroblasten beobachtet werden. Die Behandlungsdauer hatte hierbei den größeren Einfluss auf diesen Effekt. Außer α-SMA konnte kein weiterer Differenzierungsmarker identifiziert werden, der durch die CO2-Behandlung beeinflusst wird. Ebenso konnte kein signifikanter Effekt der Behandlung auf die Zellzahl und die Glykolyseaktivität der Fibroblasten beobachtet wer-den. Die Untersuchung der Zellviabilität ergab kontroverse Ergebnisse, mit kurz- und langfristiger Hemmung bei kurzer Behandlungsdauer und kurzfristiger Hemmung, dann aber langfristiger Steigerung der Viabilität bei langer Behandlungsdauer. Zusammenfassend konnte in diesen in vitro Untersuchungen gezeigt werden, dass auch eine kurzfristige Behandlung mit CO2 eine effektive Möglichkeit bietet, die Differenzierung von Fibroblasten zu Myofibroblasten signifikant zu inhibieren. Dies bietet womöglich neue An-satzpunkte für weiterführende in vivo Untersuchungen zur Therapie von fibrosierenden Erkrankungen.Wound healing disorders are frequent complications in everyday clinical practice. It has long been known that the application of carbon dioxide (CO2) can have a positive effect on wound healing. For example, CO2 baths are used to treat chronic wounds. Hypertrophic scars and keloids are wound healing disorders that pose a considerable challenge in terms of treatment and recurrence prevention. Pathophysiologically, these diseases have an excess of myofibroblasts in the diseased tissue in common. Fibromatoses and other fibrosing diseases also exhibit this characteristic. It has already been shown that the treatment of fibroblasts in vitro with CO2 has a significant effect on myofibrogenesis. In this study, this effect is investigated in more detail with different concentrations and treatment times. In addition, the question on which level CO2 intervenes in the highly complex processes of fibroblast differentiation will be examined. We used human fibroblasts from skin resectates of elective reduction mammoplasties or abdominoplasties of healthy men and women aged 17 to 70 years. These were cultured, stimulated to differentiate with transforming growth factor beta 1 (TGF-β1) and treated with a CO2 saturated culture medium. Different treatment times and CO2 concen-trations were chosen, and the observed effects were compared with untreated controls. The protein alpha-smooth muscle actin (α-SMA) was quantified by Western blot as the most important differentiation marker. The protein α-SMA and other differentiation markers were also detected at gene level using quantitative real-time polymerase chain reaction (qRT-PCR). In addition, the effect on the number, viability and glycolytic activity of the cells was investigated. A time- and concentration-dependent significant inhibition of TGF-β1-induced differentiation of fibroblasts was observed. The duration of treatment had the greater influence on this effect. Apart from α-SMA, no other differentiation marker could be identified that was influenced by CO2 treatment. Likewise, no significant effect of the treatment on the cell number and glycolysis activity of the fibroblasts could be observed. The investigation of cell viability showed controversial results, with short- and long-term inhibition at short treatment duration and short-term inhibition, but then long-term increase in viability at long treatment duration. In summary, these in vitro studies have shown that even short-term treatment with CO2 offers an effective way of significantly inhibiting the differentiation of fibroblasts into myofibroblasts. This may offer new approaches for further in vivo studies on the therapy of fibrosing diseases. | |||||||
Quelle: | ARTAUD-MACARI, E., D. GOVEN, S. BRAYER, A. HAMIMI, V. BESNARD, J. MARCHAL-SOMME, Z. E. ALI, B. CRESTANI, S. KERDINE-ROMER, A. BOUTTEN & M. BONAY 2013. Nuclear factor erythroid 2-related factor 2 nuclear translocation induces myofibroblastic dedifferentiation in idiopathic pulmonary fibrosis. Antioxid Redox Signal, 18, 66-79.
AUDOUSSET, C., T. MCGOVERN & J. G. MARTIN 2021. Role of Nrf2 in Disease: Novel Molecular Mechanisms and Therapeutic Approaches - Pulmonary Disease/Asthma. Front Physiol, 12, 727806. AUMÜLLER, G., G. AUST, A. DOLL, J. ENGELE, J. KIRSCH, S. MENSE, D. REISSIG, J. SALVETTER, W. SCHMIDT, F. SCHMITZ, E. SCHULTE, K. SPANEL-BOROWSKI, W. WOLFF, L. J. WURZINGER & H.-G. ZILCH 2010. Duale Reihe Anatomie, Stuttgart, Georg Thieme Verlag. BABALOLA, O., A. MAMALIS, H. LEV-TOV & J. JAGDEO 2014. NADPH oxidase enzymes in skin fibrosis: molecular targets and therapeutic agents. Arch Dermatol Res, 306, 313-330. BARNES, J. L. & Y. GORIN 2011. Myofibroblast differentiation during fibrosis: role of NAD(P)H oxidases. Kidney Int, 79, 944-56. BAUM, C. L. & C. J. ARPEY 2005. Normal cutaneous wound healing: clinical correlation with cellular and molecular events. Dermatol Surg, 31, 674-86; discussion 686. BAYAT, A., D. A. MCGROUTHER & M. W. FERGUSON 2003. Skin scarring. BMJ, 326, 88-92. BERMAN, B., A. MADERAL & B. RAPHAEL 2017. Keloids and Hypertrophic Scars: Pathophysiology, Classification, and Treatment. Dermatol Surg, 43 Suppl 1, S3-S18. BIERNACKA, A., M. DOBACZEWSKI & N. G. FRANGOGIANNIS 2011. TGF-beta signaling in fibrosis. Growth Factors, 29, 196-202. BRANDI, C., L. GRIMALDI, G. NISI, A. BRAFA, A. CAMPA, M. CALABRO, M. CAMPANA & C. D'ANIELLO 2010. The role of carbon dioxide therapy in the treatment of chronic wounds. In Vivo, 24, 223-6. BROUGHTON, G., 2ND, J. E. JANIS & C. E. ATTINGER 2006. Wound healing: an overview. Plast Reconstr Surg, 117, 1e-S-32e-S. CAMPOS, A. C., A. K. GROTH & A. B. BRANCO 2008. Assessment and nutritional aspects of wound healing. Curr Opin Clin Nutr Metab Care, 11, 281-8. CARROLL, P., R. M. HENSHAW, C. GARWOOD, K. RASPOVIC & D. KUMAR 2018. Plantar Fibromatosis: Pathophysiology, Surgical and Nonsurgical Therapies: An Evidence-Based Review. Foot Ankle Spec, 11, 168-176. CHAUDHURY, A. & P. H. HOWE 2009. The tale of transforming growth factor-beta (TGFbeta) signaling: a soigne enigma. IUBMB Life, 61, 929-39. CUCORANU, I., R. CLEMPUS, A. DIKALOVA, P. J. PHELAN, S. ARIYAN, S. DIKALOV & D. SORESCU 2005. NAD(P)H oxidase 4 mediates transforming growth factor-beta1-induced differentiation of cardiac fibroblasts into myofibroblasts. Circ Res, 97, 900-7. DARBY, I. A., B. LAVERDET, F. BONTE & A. DESMOULIERE 2014. Fibroblasts and myofibroblasts in wound healing. Clin Cosmet Investig Dermatol, 7, 301-11. DESMOULIERE, A., A. GEINOZ, F. GABBIANI & G. GABBIANI 1993. Transforming growth factor-beta 1 induces alpha-smooth muscle actin expression in granulation tissue myofibroblasts and in quiescent and growing cultured fibroblasts. J Cell Biol, 122, 103-11. DISTLER, J. H. W., A. H. GYORFI, M. RAMANUJAM, M. L. WHITFIELD, M. KONIGSHOFF & R. LAFYATIS 2019. Shared and distinct mechanisms of fibrosis. Nat Rev Rheumatol, 15, 705-730. DÖHMEN, N. K. 2021. Der Einfluss wässriger CO2-Lösungen auf wundheilungsrelevante Parameter humaner Zellen der Cutis in vitro. Dissertation, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf. DÖNMEZ, A., Z. TÜTÜNCÜ, K. ÖZTÜRK, E. ODABAŞI & S. AKTAŞ 2008. Evaluation of the Effects of H2S- and CO2-Water Baths on Peripheral Circulation Disorders*. Physikalische Medizin, Rehabilitationsmedizin, Kurortmedizin, 10, 58-59. FINZGAR, M., Z. MELIK & K. CANKAR 2015. Effect of transcutaneous application of gaseous carbon dioxide on cutaneous microcirculation. Clin Hemorheol Microcirc, 60, 423-35. FUIANO, M., M. MOSCA, S. CARAVELLI, S. MASSIMI, M. G. BENEDETTI, F. DI CAPRIO, S. MOSCA & S. ZAFFAGNINI 2019. Current concepts about treatment options of plantar fibromatosis: A systematic review of the literature. Foot Ankle Surg, 25, 559-564. GABBIANI, G. 2003. The myofibroblast in wound healing and fibrocontractive diseases. J Pathol, 200, 500-3. GERDES, J., U. SCHWAB, H. LEMKE & H. STEIN 1983. Production of a mouse monoclonal antibody reactive with a human nuclear antigen associated with cell proliferation. Int J Cancer, 31, 13-20. GRABOWSKI, G., M. J. PACANA & E. CHEN 2020. Keloid and Hypertrophic Scar Formation, Prevention, and Management: Standard Review of Abnormal Scarring in Orthopaedic Surgery. J Am Acad Orthop Surg, 28, e408-e414. GUO, S. & L. A. DIPIETRO 2010. Factors affecting wound healing. J Dent Res, 89, 219-29. HECKER, L., R. VITTAL, T. JONES, R. JAGIRDAR, T. R. LUCKHARDT, J. C. HOROWITZ, S. PENNATHUR, F. J. MARTINEZ & V. J. THANNICKAL 2009. NADPH oxidase-4 mediates myofibroblast activation and fibrogenic responses to lung injury. Nat Med, 15, 1077-81. HENNE-BRUNS, D., E. BARTH, H. BARTH, H. V. BAUM, T. BECKER, M. BEREND, P. BIBERTHALER, A. S. BÖHLE, F. BRAUN, A. BRINKMANN, C. BROCKSCHMIDT, D. BRÖRING, J. BRUNS, E. CAVUS, J. CREMER, P. DOHRMANN, J. M. DONIEC, M. DÜRIG, S. ENGLER, S. FRAUND-CREMER, H. GEBHARDT, A. L. GERBES, H. GRIMM, K. D. GUPTA, A. HECKMANN, M. HELLER, S. W. HIRT, H. HOF, H. HOFBAUER, R. ISENMANN, H. JUHL, H.-J. KAATSCH, I. KACZMAREK, H.-J. KLOMP, A. KNAUSS, M. KORNMANN, K. KRAMER, H. KRAEMER-HANSEN, T. KREUSCH, U. KRÜGER, T. KÜCHLER, A. LIEBOLD, M. LÖHNERT, J. MAYER, A. NIEDERBICHLER, H.-J. OESTERN, L. RENDERS, H. SCHAUBE, J. SCHEEWE, W. SCHLOSSER, A. SCHMID, R. SCHÖN, J. SCHRÖDER, W. SEELING, H. SORG, M. SPIES, L. STAIB, P. STEFFEN, H. SUGER-WIEDECK, J. TEPEL, I. VOGEL, P. M. VOGT, F. WAGNER, H. WENK, M. WITTAU, A. M. WOLF, F. WOLFRUM & P. WÜRL 2012. Duale Reihe Chirurgie, Stuttgart, Georg Thieme Verlag. HINZ, B. 2007. Formation and function of the myofibroblast during tissue repair. J Invest Dermatol, 127, 526-37. HU, H. H., D. Q. CHEN, Y. N. WANG, Y. L. FENG, G. CAO, N. D. VAZIRI & Y. Y. ZHAO 2018. New insights into TGF-beta/Smad signaling in tissue fibrosis. Chem Biol Interact, 292, 76-83. HYYTIAINEN, M., C. PENTTINEN & J. KESKI-OJA 2004. Latent TGF-beta binding proteins: extracellular matrix association and roles in TGF-beta activation. Crit Rev Clin Lab Sci, 41, 233-64. IRIE, H., T. TATSUMI, M. TAKAMIYA, K. ZEN, T. TAKAHASHI, A. AZUMA, K. TATEISHI, T. NOMURA, H. HAYASHI, N. NAKAJIMA, M. OKIGAKI & H. MATSUBARA 2005. Carbon dioxide-rich water bathing enhances collateral blood flow in ischemic hindlimb via mobilization of endothelial progenitor cells and activation of NO-cGMP system. Circulation, 111, 1523-9. ISHIGURO, S., Y. AKASAKA, H. KIGUCHI, T. SUZUKI, R. IMAIZUMI, Y. ISHIKAWA, K. ITO & T. ISHII 2009. Basic fibroblast growth factor induces down-regulation of alpha-smooth muscle actin and reduction of myofibroblast areas in open skin wounds. Wound Repair Regen, 17, 617-25. JUNQUEIRA, L. C. U., J. CARNEIRO, M. GRATZL, A. MAYERHOFER & L. J. WURZIGER 2004. Histologie, Berlin/ Heidelberg, Springer Verlag. KOLI, K., J. SAHARINEN, M. HYYTIAINEN, C. PENTTINEN & J. KESKI-OJA 2001. Latency, activation, and binding proteins of TGF-beta. Microsc Res Tech, 52, 354-62. KROUMPOUZOS, G., G. ARORA, M. KASSIR, H. GALADARI, U. WOLLINA, T. LOTTI, S. GRABBE & M. GOLDUST 2022. Carboxytherapy in dermatology. Clin Dermatol, 40, 305-309. LEE, H. J. & Y. J. JANG 2018. Recent Understandings of Biology, Prophylaxis and Treatment Strategies for Hypertrophic Scars and Keloids. Int J Mol Sci, 19. LUO, S., M. BENATHAN, W. RAFFOUL, R. G. PANIZZON & D. V. EGLOFF 2001. Abnormal balance between proliferation and apoptotic cell death in fibroblasts derived from keloid lesions. Plast Reconstr Surg, 107, 87-96. METZ, C. N. 2003. Fibrocytes: a unique cell population implicated in wound healing. Cell Mol Life Sci, 60, 1342-50. MOLL, I., M. AUGUSTIN, F. A. BAHMER, J. BAHMER, C. BAYERL, H. P. J. BOONEN, E. COORS, M. GRIMMEL, I. HADSHIEW, U. HAUSWIRTH, H. HOFMANN, E. G. JUNG, W. KIMMIG, E. KNUSSMANN-HARTIG, X. MILLER, M. RADTKE, A. RAUTERBERG, W. SCHULZE, U. SIEMANN-HARMS, S. STANGL, A. TSIANAKAS, V. VOIGTLÄNDER, J. WEISS & R. WESSBECHER 2010. Duale Reihe Dermatologie, Stuttgart, Georg Thieme Verlag. NIETHARD, F. U., J. PFEIL & P. BIBERTHALER 2014. Duale Reihe Orthopädie und Unfallchirurgie, Stuttgart, Georg Thieme Verlag. NORAMBUENA-SOTO, I., C. NUNEZ-SOTO, F. SANHUEZA-OLIVARES, N. CANCINO-ARENAS, D. MONDACA-RUFF, R. VIVAR, G. DIAZ-ARAYA, R. MELLADO & M. CHIONG 2017. Transforming growth factor-beta and Forkhead box O transcription factors as cardiac fibroblast regulators. Biosci Trends, 11, 154-162. OGAWA, R., T. DOHI, M. TOSA, M. AOKI & S. AKAISHI 2020. The Latest Strategy for Keloid and Hypertrophic Scar Prevention and Treatment: The Nippon Medical School (NMS) Protocol. J Nippon Med Sch. RAO, K. B., N. MALATHI, S. NARASHIMAN & S. T. RAJAN 2014. Evaluation of myofibroblasts by expression of alpha smooth muscle actin: a marker in fibrosis, dysplasia and carcinoma. J Clin Diagn Res, 8, ZC14-7. RIVERS, J. K. & M. ZARBAFIAN 2021. Improvement of Dupuytren Disease After Treatment With a Fractionated CO2 Laser. Dermatol Surg, 47, 153-154. SCHMIDT, R. F. & F. LANG 2007. Physiologie des Menschen mit Pathophysiologie, Heidelberg, Springer-Verlag Berlin. SEIDEL, R. & R. MOY 2015. Effect of Carbon Dioxide Facial Therapy on Skin Oxygenation. J Drugs Dermatol, 14, 976-80. SORG, H., A. LIMBOURG, A. H. ROUSHAN, G. KÜTHER, D. BRAUNSCHWEIG, C. GUTENBRUNNER, P. VOGT & H. O. RENNEKAMPFF 2012. Improvement of wound healing by CO2-treatment-Organisation and management of the therapy. ZfW 2012, No. 1, 23-28. STEWART, B. D. & A. F. NASCIMENTO 2021. Palmar and plantar fibromatosis: a review. J Pathol Transl Med, 55, 265-270. SUN, X., A. BIZHANOVA, T. D. MATHESON, J. YU, L. J. ZHU & P. D. KAUFMAN 2017. Ki-67 Contributes to Normal Cell Cycle Progression and Inactive X Heterochromatin in p21 Checkpoint-Proficient Human Cells. Mol Cell Biol, 37. SUN, X. & P. D. KAUFMAN 2018. Ki-67: more than a proliferation marker. Chromosoma, 127, 175-186. TADOKORO, Y., D. TAKEDA, A. MURAKAMI, N. YATAGAI, I. SAITO, S. ARIMOTO, Y. KAKEI, M. AKASHI & T. HASEGAWA 2023. Transcutaneous carbon dioxide application suppresses the expression of cancer-associated fibroblasts markers in oral squamous cell carcinoma xenograft mouse model. PLoS One, 18, e0290357. TAN, J. & J. WU 2017. Current progress in understanding the molecular pathogenesis of burn scar contracture. Burns Trauma, 5, 14. TENENHAUS, M. & H. O. RENNEKAMPFF 2012. Surgical advances in burn and reconstructive plastic surgery: new and emerging technologies. Clin Plast Surg, 39, 435-43. TOMASEK, J. & G. M. RAYAN 1995. Correlation of alpha-smooth muscle actin expression and contraction in Dupuytren's disease fibroblasts. J Hand Surg Am, 20, 450-5. TRUONG, K., I. PRASIDHA & T. WAIN 2022. A systematic review of randomised controlled trials investigating laser assisted drug delivery for the treatment of keloid and hypertrophic scars. Lasers Med Sci, 37, 47-59. VAUGHAN, M. B., E. W. HOWARD & J. J. TOMASEK 2000. Transforming growth factor-beta1 promotes the morphological and functional differentiation of the myofibroblast. Exp Cell Res, 257, 180-9. VERJEE, L. S., K. MIDWOOD, D. DAVIDSON, D. ESSEX, A. SANDISON & J. NANCHAHAL 2009. Myofibroblast distribution in Dupuytren's cords: correlation with digital contracture. J Hand Surg Am, 34, 1785-94. VIVAR, R., C. HUMERES, C. MUNOZ, P. BOZA, S. BOLIVAR, F. TAPIA, S. LAVANDERO, M. CHIONG & G. DIAZ-ARAYA 2016. FoxO1 mediates TGF-beta1-dependent cardiac myofibroblast differentiation. Biochim Biophys Acta, 1863, 128-38. VOHWINKEL, C. U., E. LECUONA, H. SUN, N. SOMMER, I. VADASZ, N. S. CHANDEL & J. I. SZNAJDER 2011. Elevated CO(2) levels cause mitochondrial dysfunction and impair cell proliferation. J Biol Chem, 286, 37067-76. WALTHALL, J., P. ANAND & U. H. REHMAN 2022. Dupuytren Contracture. StatPearls. Treasure Island (FL). WANG, C. J., J. Y. KO, W. Y. CHOU, J. H. CHENG & Y. R. KUO 2018. Extracorporeal shockwave therapy for treatment of keloid scars. Wound Repair Regen, 26, 69-76. WANG, J., R. ZOHAR & C. A. MCCULLOCH 2006. Multiple roles of alpha-smooth muscle actin in mechanotransduction. Exp Cell Res, 312, 205-14. WANG, Y., J. WEI, H. DENG, L. ZHENG, H. YANG & X. LV 2022. The Role of Nrf2 in Pulmonary Fibrosis: Molecular Mechanisms and Treatment Approaches. Antioxidants (Basel), 11. WEISKIRCHEN, R., S. WEISKIRCHEN & F. TACKE 2019. Organ and tissue fibrosis: Molecular signals, cellular mechanisms and translational implications. Mol Aspects Med, 65, 2-15. WELSCH, U. & J. SOBOTTA 2006. Lehrbuch Histologie: Zytologie, Histologie, mikroskopische Anatomie, München, Elsevier Urban & Fischer Verlag. WILD, T. & J. AUBÖCK 2007. Manual der Wundheilung: Chirurgisch-dermatologischer Leitfaden der modernen Wundbehandlung, Wien, Springer Verlag. WRANA, J. L. & L. ATTISANO 2000. The Smad pathway. Cytokine Growth Factor Rev, 11, 5-13. | |||||||
Lizenz: | ![]() Dieses Werk ist lizenziert unter einer Creative Commons Namensnennung 4.0 International Lizenz | |||||||
Fachbereich / Einrichtung: | Medizinische Fakultät | |||||||
Dokument erstellt am: | 17.03.2025 | |||||||
Dateien geändert am: | 17.03.2025 | |||||||
Promotionsantrag am: | 05.09.2024 | |||||||
Datum der Promotion: | 06.03.2025 |